B60231–AE
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Pipettes calibrées standard (20 µL, 100 µL, 2 mL) et embouts.
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Agitateur vortex.
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Chronomètre.
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Cytomètre en flux.
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Logiciel système stemCXP UNIQUEMENT pour l’analyse automatisée de Stem-Trol Control Cells sur
cytomètres en flux FC 500 équipés du logiciel CXP.
PROCÉDURE
Pour les analyses automatisées, référez-vous au stemCXP System Guide (Guide du système stemCXP) fourni
avec le logiciel système stemCXP pour consulter les instructions complètes.
Pour l’analyse manuelle, se référer à la notice des Stem-Kit Reagents et à la procédure suivante.
REMARQUE:
Afin de calibrer l’analyse, lors de la réception de nouveaux Stem-Kit Reagents, puis à
intervalles quotidiens par la suite, effectuer une vérification du processus en colorant des
Stem-Trol Control Cells à l’aide d’un échantillon de sang périphérique normal provenant
d’un donneur sain. De plus, les Stem-Trol Control Cells étant stabilisées (c.-à-d. qu’il
s’agit de cellules non viables), la coloration par le marqueur de viabilité 7-AAD Viability
Dye peut être vérifiée visuellement sur les Stem-Trol Control Cells (cf. la rubrique :
Création d’histogramme).
S’assurer que le cytomètre en flux est correctement aligné et calibré pour les intensités de fluorescence selon les
recommandations du fabricant et du laboratoire. S’assurer que le réglage de la compensation de fluorescence est
correctement défini selon les recommandations du fabricant et du laboratoire.
Amener le réactif de contrôle et les anticorps à la température ambiante.
Pour chaque essai, étiquette sur le tube d’échantillon : TROL 45/34/7-AAD.
1. Pipeter 20 µL de CD45-FITC / CD34-PE dans le tube.
2. Pipeter 20 µL de marqueur de viabilité 7-AAD Viability Dye dans le tube.
IMPORTANT:
Risque de lyse incomplète en cas de résidus d’échantillon de sang sur la partie
supérieure ou latérale du tube à essai. Pipeter soigneusement pour éviter que le sang
n’entre en contact avec la partie supérieure ou latérale du tube à essai. Nettoyer le tube
d’échantillon avec un coton-tige si nécessaire, afin d’enlever toute trace de l’échantillon
de sang sur la partie supérieure ou latérale du tube à essai.
3. Dans le fond du tube d’échantillon, pipeter précisément 100 µL d’un échantillon de sang total normal
correctement mélangé à l’aide d’une pipette jaugée préalablement ou d’une pipette à répétition.
4. Préparer et ajouter le Stem-Trol :
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Agiter au vortex les Stem-Trol Control Cells pendant 5 secondes.
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Pipeter précisément 20 µL de Stem-Trol Control Cells dans le tube d’échantillon.
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Agiter les tubes au vortex pendant 5 secondes.
5. Incuber à température ambiante (18–25 °C) pendant 20 minutes, à l’abri de la lumière.
6. Ajouter 2 mL de 1X NH
4
Cl Lysing Solution préparée dans le tube d’échantillon et agiter immédiatement au
vortex pendant 5 secondes.
Pour davantage de détails sur la préparation de la solution de lyse, se référer à la notice des Stem-Kit
Reagents.
7. Incuber à température ambiante pendant 10 minutes, à l’abri de la lumière.
8. Conserver les tubes d’échantillon sur un support placé dans la glace (2–8 °C) et à l’abri de la lumière.
IMPORTANT:
Risque de résultats erronés si des bulles d’air sont pipetées. Mélanger les Stem-Count
ou Flow-Count Fluorospheres de manière excessive peut entraîner la formation de
bulles d’air. Évitez de mélanger les Stem-Count ou Flow-Count Fluorospheres de
manière excessive et ne pipetez pas de bulles d’air dans les tubes d’échantillon.
9. Mélanger doucement les Stem-Count ou Flow-Count Fluorospheres en retournant le flacon 3 à 5 fois avant
l’utilisation. Évitez de mélanger de manière excessive afin de minimiser la formation de bulles d’air.
